Kleine membrangebundene Proteine oder Peptide sind in eine Vielzahl essentieller biologischer Prozesse wie Cytolyse, Porenbildung, Zellkommunikation und -erkennung. So unterschiedlich wie die Aufgaben dieser Peptide können ihre Sekundärstrukturen, Orientierungen, Interaktionsarten und Dynamiken sein. Die Art der Bindung, die Eindringtiefe und die Lokalisierung in der Membran sind wichtige Faktoren für die Funktion der Peptide. Mittels NMR-Spektroskopie kann die atomare 3D Struktur eines an eine Mizelle gebundenen Peptides und, durch die Verwendung von paramagnetischen Relaxationserhöhungen (PREs), dessen gesamte Topologie bestimmt werden. Das antimikrobielle Peptid Maximin H6, das Bakterientoxin Fst und das humane Peptidhormon Ghrelin wurden als Modellpeptide ähnlicher Größe aber mit unterschiedlichen Aminosäuresequenzen verwendet. Die Strukturen und das Bindungsverhalten der Peptide wurden bestimmt und miteinander verglichen. Die gemessenen PREs enthielten ausreichend Information, um die verschiedenen Topologien der untersuchten, an Mizellen gebundenen Peptide zu bestimmen und unterscheiden. Maximin H6 und Fst falten sich beim Eindringen in die Membran zu ?-Helices, während das unstrukturierte Ghrelin frei beweglich in Lösung bleibt und nur mittels einer kovalent gebundenen Octanoylkette mit den Lipiden interagiert. Maximin H6 weist eine zur Membranoberfläche parallele Orientierung auf, die dem Peptid Aggregation an der Grenzfläche zwischen Wasser und Membran ermöglicht. Fst dagegen vefügt über eine vorstehende, intrinsisch ungeordnete Region am C-terminus und ist transmembran orientiert.Zusätzlich zur Ausrichtung der beiden gebundenen Peptide, konnten die für die Bindung an eine Membran verantwortlichen Seitenketten von Ghrelin mittels PREs bestimmt werden. Wenn geeignete relaxations-editierte Spektren aufgenommen werden können, ist die Bestimmung von Eindringtiefe und Orientierung mizellgebundener Peptide leicht möglich.

Small membrane-bound proteins or peptides are involved in numerous essential biological processes, like cellular recognition, signaling, channel formation, and cytolysis. The secondary structure, orientation, mode of interaction and dynamics of these peptides can be as varied as their functions. Their localization in the membrane, the immersion depth, and their binding mode are factors critical to the function of these peptides. The atomic 3D solution structure of peptides bound to micelles can be determined by NMR spectroscopy. However, by employing paramagnetic relaxation enhancements (PREs) information on the complete topology of peptide bound to a micelle can be obtained. The antimicrobial peptide maximin H6, fst, a bacterial toxin, and the human peptide hormone ghrelin served as membrane-bound model peptides of similar sizes but strongly differing amino acid sequences. Their structures and binding behavior were determined and compared.The measured PREs provided suitable data for determining and distinguishing the different topologies of the investigated peptides bound to micelles. Maximin H6 and fst fold into ?-helices upon insertion into a membrane, whereas the unstructured ghrelin is freely mobile in solution and interacts only via a covalently bound octanoyl group with the lipids. Maximin H6 is oriented parallel to the membrane surface, enabling the peptide to aggregate at the membrane water interface. Fst binds in transmembrane orientation with a protruding intrinsically disordered region near the C-terminus.Aside from determining the orientation of the bound peptides from the PREs, the moieties critical for membrane binding could be mapped in ghrelin. If suitable relaxation-edited spectra are acquired, the complete orientation and immersion depth of a peptide bound to a micelle can readily be obtained.